Wielokierunkowe działanie onabotulinotoksyny A w dysfunkcji pęcherza moczowego

Onabotulinotoksyna A jest stosowana w leczeniu zaburzeń czynności pęcherza moczowego u dorosłych po nieskutecznym leczeniu farmakologicznym w przypadku: 1. nadreaktywnego pęcherza moczowego (overactive bladder – OAB), 2. pęcherza neurogennego [nadaktywności wypieracza pęcherza moczowego (detrusor overactivity – DO] po stabilnych uszkodzeniach urazowych rdzenia kręgowego poniżej odcinka szyjnego oraz u pacjentów ze stwardnieniem rozsianym, jak również 3. zespołu bolesnego pęcherza moczowego/ śródmiąższowego zapalenia pęcherza moczowego (painful bladder syndrome/interstitial cystitis – PBS/IC). Toksyna botulinowa stosowana w praktyce klinicznej nie jest toksyczna. Dostępne serotypy toksyny nie powodują śmierci komórki mięśniowej i nerwowej. Główny mechanizm działania w obrębie mięśni polega na neuromodulacji, prowadzącej do czasowej inaktywacji przewodnictwa cholinergicznego na poziomie płytki nerwowo–mięśniowej.

Artykuł stanowi uzupełnienie publikacji pod tytułem “Zalecenia zespołu ekspertów dotyczące leczenia onabotulinotoksyną A chorych z dysfunkcją neurogenną pęcherza i idiopatycznym pęcherzem nadreaktywnym“, autorstwa Zbigniewa Wolskiego, Marka Sosnowskiego, Tomasza Drewy, Jarosława Sławka,Kajetana Juszczaka, opublikowanego na łamach Suplementu do “Przeglądu Urologicznego“ [Suplement 4(86), 2014]. W artykule przedstawiono szczegółowy opis szeregu potencjalnych mechanizmów działania onabotulinotoksyny A w dysfunkcji pęcherza moczowego, tłumaczących jej skuteczność w leczeniu pacjentów urologicznych.

Onabotulinotoksyna A a czynność pęcherza moczowego na poziomie komórkowym

Komórki mięśniówki gładkiej wypieracza nie są dobrze sprzężone elektrycznie, dlatego też wypieracz wymaga rozległego i głębokiego unerwienia. Odruch mikcji jest indukowany przez aktywację włókien parasympatycznych i uwalnianie acetylocholiny, która pobudza postsynaptyczne receptory muskarynowe typu M3, prowadząc do skurczu wypieracza. Dodatkowo acetylocholina działa na presynaptyczne receptory muskarynowe M1 na pozazwojowych włóknach parasympatycznych, aby ułatwić jej własne uwalnianie i nasilić impulsację pobudzającą mięśniówkę wypieracza [1]. W przypadku OAB obserwuje się wzrost sprzężenia elektrycznego włókien mięśniowych wypieracza, który prowadzi do zwiększonej pobudliwości włókien nerwowych w odpowiedzi na niskiego stopnia pobudzenie odśrodkowe (eferentne) [2]. Somogyi i wsp. [3] obserwowali zwiększoną ekspresję presynaptycznych receptorów muskarynowych w skrawkach wypieracza zwierząt po urazie rdzenia kręgowego. Tego rodzaju nadekspresja (“nadregulacja“) na cholinergicznych zakończeniach nerwowych wydaje się przyczyniać do zwiększonej odpowiedzi skurczowej wypieracza na stymulację elektryczną małego stopnia. Ponadto wydaje się, że taki wzrost receptorowej aktywności synaptycznej czyni włókna nerwowe, związane z mięśniówką wypieracza, bardziej wrażliwe na wiązanie onabotulinotoksyny A i jej internalizację.

Wpływ onabotulinotoksyny A na uwalnianie ATP i acetylocholiny

Badania in vitro na zwierzętach (szczurach i świnkach morskich) z zastosowaniem skrawków pęcherza moczowego wykazały, że onabotulinotoksyna A hamuje uwalnianie acetylocholiny i adenozynotrójfosforanu (adenosine triphosphate – ATP). Onabotulinotoksyna A hamuje znacząco uwalnianie acetylocholiny przy wyższych częstotliwościach stymulacji w polu elektrycznym (20 Hz) w porównaniu z niższymi częstotliwościami (2 Hz) po upływie 5 dni od podaży tej toksyny. Dodatkowo hamuje uwalnianie noradrenaliny z cewki moczowej [4]. ATP jako neuroprzekaźnik uczestniczy w generowaniu niestabilnych skurczów wypieracza pęcherza moczowego [5]. Wiadomo, że urotelium czynnie uczestniczy w mechanorecepcji mechanorecepcji pęcherza moczowego. W odpowiedzi na rozciąganie urotelium uwalnia ATP, które aktywuje receptory purynergiczne zakończeń aferentnych włókien nerwowych zlokalizowanych w warstwie podśluzówkowej. Te z kolei przekazują informacje do ośrodka mikcji w centralnym systemie nerwowym, aby aktywować fazę opróżniania pęcherza moczowego [6]. Zjawisko to jest wyraźnie obserwowane w przypadkach zwiększonej transmisji czuciowej (wstępującej), szczególnie w przewlekłym zapaleniu (np. po leczeniu cytostatykami – cyklofosfamidem i jego pochodnymi oraz po radioterapii obejmującej pęcherz moczowy), jak i u pacjentów z uszkodzonym rdzeniem kręgowym. Zwiększona aktywacja unerwienia czuciowego nasila uwalnianie ATP z urotelium, co aktywuje wspomniane receptory purynergiczne P2X₃ zlokalizowane na powierzchni komórek urotelialnych oraz w warstwie podnabłonkowej (na zakończeniach włókien czuciowych i w komórkach śródmiąższowych). Nasila to aktywność wspomnianego łuku czuciowego (tzw. błędne koło stymulacji), co przekłada się na większą częstość skurczów wypieracza pęcherza moczowego. Badania Khera i wsp. [7] na skrawkach pęcherzy moczowych szczurów po uszkodzeniu rdzenia kręgowego wykazały też, że onabotulinotoksyna A hamuje uwalnianie ATP od strony urotelium, bez wpływu na surowicówkę. Obserwacje te jasno wskazują, że onabotulinotoksyna A hamuje uwalnianie neurotransmiterów nie tylko z zakończeń ruchowych, ale również z czuciowych i samych komórek urotelium. Działanie onabotulinotoksyny A na płytkę nerwowo–mięśniową jest zależne od SNAP–25. Nadal niejasny jest mechanizm działania na urotelium, gdyż jak dotąd nie potwierdzono obecności SNAP–25 w komórkach urotelialnych. Najbardziej prawdopodobnym wyjaśnieniem skuteczności klinicznej onabotulinotoksyny A w leczeniu nadaktywności wypieracza pęcherza moczowego o podłożu neurogennym jest fakt, iż toksyna ta upośledza uwalnianie ATP z urotelium, chociaż dokładny patomechanizm pozostaje niewyjaśniony.

Wpływ onabotulinotoksyny A na receptory purynergiczne P2X₃ i waniloidowe TRPV1

Polimodalne receptory uszkodzeniowe neuronów aferentnych TRPV1 (transient receptor potential cation channel subfamily V member 1) są czujnikami potencjalnie uszkadzających bodźców (m.in. jony H+, zmiany składu moczu: spadek pH do 4,5 w przebiegu kwasicy ketonowej, wysoka osmolarność: 2000 m Osm/kg na skutek cukromoczu). Receptory TRPV1 są nie tylko czujnikami stopnia uszkodzenia śluzówki pęcherza moczowego. Ich zwiększona ekspresja na neuronach aferentnych, spowodowana przez mediatory bólowe, takie jak ATP, bradykinina, prostaglandyny (PGE2), prowadzi do sensytyzacji włókien czuciowych (rozwój nadwrażliwości trzewnej) i w konsekwencji wywołuje zaburzenia czynnościowe dolnych dróg moczowych (w szczególności pęcherza moczowego). Receptory TRPV1 są istotne w generowaniu impulsacji nocyceptywnej i rozwoju OAB/DO w przebiegu zapalenia pęcherza moczowego [8]. Ostatnie doniesienia wskazują, że onabotulinotoksyna A blokuje przezbłonową translokację receptora TRPV1, indukowaną przez kinazę białkową C, co najprawdopodobniej wydaje się skutkować zmniejszeniem hiperalgezji nocyceptorów.

Receptory purynergiczne P2X₃ wrażliwe na ATP występują prawie wyłącznie na włóknach aferentnych, a istniejące dowody wskazują na szczególne znaczenie tej grupy receptorów w transmisji nocyceptywnej. Aktywacja P2X₃ przez ATP prowadzi do znacznie silniejszej odpowiedzi nocyceptywnej w przypadku stanu zapalnego w porównaniu do prawidłowej (zdrowej) tkanki [9].

Pozytywna odpowiedź na leczenie onabotulinotoksyną A nadaktywnego pęcherza moczowego jest związana ze znacznym zmniejszeniem ekspresji receptorów TRPV1 i/lub P2X₃ w podśluzówkowych zakończeniach nerwowych. Zmiany ekspresji receptorów wydają się wynikać z bezpośredniego wpływu tej toksyny na unerwienie aferentne i/lub wtórnie do wpływu na unerwienie eferentne wypieracza pęcherza moczowego. Postępujące obniżenie poziomu receptorów wynika z działania skojarzonego na poziomie lokalnym i centralnym związanym z działaniem hamującym rozszczepionych produktów SNAP–25 przez onabotulinotoksynę A [10]. Na przykład Schulte–Baukloh i wsp. [11] wykazali obecność produktów cięcia SNAP–25 w wypieraczu pęcherza moczowego po wcześniejszej iniekcji onabotulinotoksyny A u pacjentów z przepukliną oponowo–rdzeniową, którzy nie odpowiedzieli odpowiednio na leczenie tą neurotoksyną.

Wpływ onabotulinotoksyny A na uwalnianie substancji P i peptydu kodowanego genem kalcytoniny

Aferentne zakończenia nerwowe pęcherza moczowego zawierają substancję P (substance P – SP) i peptyd kodowany genem kalcytoniny (calcitonin gene related peptide – CGRP), które są uwalniane w odpowiedzi na bodziec szkodliwy i odgrywają rolę w odpowiedzi zapalnej (rozwój zapalenia neurogennego). Substancja P indukuje degranulację mastocytów, powodując uwalnianie histaminy i cytokin prozapalnych, które bezpośrednio uwrażliwiają i/lub pobudzają nocyceptory, potęgując efektorową odpowiedź neurogenną. Wiadomo, że rozwój zapalenia neurogennego, kiedy to dochodzi do zwiększonej produkcji substancji P i CGRP, odgrywa istotną rolę w patofizjologii OAB/DO. Frag Fragmenty pęcherza moczowego pacjentek z OAB wykazywały zwiększoną ilość substancji P i CGRP [12]. Badania na zwierzętach pokazały, że onabotulinotoksyna A hamuje uwalnianie CGRP, substancji P i glutaminy z zakończeń aferentnych włókien nerwowych, jak również zmniejsza stopień hiperalgezji [13].

Wpływ onabotulinotoksyny A na uwalnianie czynnika wzrostu nerwów

Czynnik wzrostu nerwów (nerve gowth factor – NGF) jest białkiem sygnalizacyjnym wytwarzanym w mięśniach gładkich dróg oddechowych i nabłonku urotelialnym pęcherza moczowego. Zwiększoną produkcję NGF w obrębie pęcherza moczowego obserwuje się po uszkodzeniu rdzenia kręgowego, odnerwieniu, w przebiegu zapalenia, dystensji i przeroście mięśniówki pęcherza moczowego. Przypuszcza się, że wzrost NGF jest związany z rozwojem OAB/DO. Dopęcherzowa podaż onabotulinotoksyny A obniża poziom NGF w ścianie pęcherza moczowego u pacjentów z neurogenną postacią OAB/DO, niemniej mechanizm działania nie został wyjaśniony. Nie wiadomo, czy spadek NGF jest wynikiem zmniejszonej produkcji i/lub wychwytu [14, 15].

Wpływ onabotulinotoksyny A na mięśniówkę gładką i poprzecznie prążkowaną

Onabotulinotoksyna A prowadzi do zmniejszenia potencjału spoczynkowego i wyzwolonego błony komórkowej [16]. Onabotulinotoksyna A ma podobny wpływ na transmisję nerwowo–mięśniową w obrębie mięśniówki gładkiej i poprzecznie prążkowanej. Iniekcje dopęcherzowe onabotulinotoksyny A prowadzą do wzrostu pojemności pęcherza moczowego, zmniejszają liczbę epizodów nietrzymania moczu oraz parć naglących. Jeśli stosuje się wysokie dawki onabotulinotoksyny A, osiąga się prawie całkowitą blokadę transmisji nerwowo–mięśniowej, co w rezultacie prowadzi do nieprawidłowego opróżniania pęcherza moczowego z zatrzymaniem moczu lub bez tego objawu [17–19].

Onabotulinotoksyna A a unerwienie pęcherza moczowego

Wpływ onabotulinotoksyny A na unerwienie parasympatyczne pęcherza moczowego

Unerwienie parasympatyczne pęcherza moczowego obejmuje neurony przed– i pozazwojowe. Aksony przedzwojowych neuronów tworzą synapsy z neuronami pozazwojowymi w zwojach układu parasympatycznego znajdujących się w ścianie pęcherza moczowego. Na poziomie zwojów transmisja nerwowa jest również modulowana przez włókna sympatyczne i unerwienie aferentne. Onabotulinotoksyna A wpływa na czynność przedzwojowych włókien nerwowych w obrębie ściany pęcherza moczowego [20]. Badania przeprowadzone na świnkach morskich wykazały, że ich pęcherze moczowe zawierają parasympatyczne zwoje wykazujące ekspresję SNAP–25, a po podaniu onabotulinotoksyny A neurony przedzwojowe cechowała duża zawartość pociętych fragmentów białka SNAP–25 [21]. Czas działania leczniczego onabotulinotoksyny A po iniekcji dopęcherzowej jest około 2–krotnie dłuższy niż po podaniu jej do mięśni szkieletowych [22]. Wiadomo, że mięśnie szkieletowe są unerwione przez motoneurony (dolny neuron), które nie mają połączenia synaptycznego pomiędzy rdzeniem kręgowym a unerwianym mięśniem. Fakt ten pozwala przypuszczać, że dłuższy efekt działania w pęcherzu moczowym wynika z zaburzenia aktywności przed– i pozazwojowych neuronów unerwiających wypieracz pęcherza moczowego, co wydaje się potęgować wpływ hamujący na unerwienie parasympatyczne pęcherza moczowego [23].

Wpływ onabotulinotoksyny A na unerwienie sympatyczne pęcherza moczowego

Efekt działania onabotulinotoksyny A na sympatyczny układ nerwowy nie został dokładnie zbadany. Wiadomo, że unerwienie sympatyczne, dominujące w trójkącie i szyi pęcherza moczowego, uwalnia noradrenalinę wiążącą się z receptorami adrenergicznymi (β3 i α1A), indukując rozkurcz mięśnia wypieracza pęcherza moczowego i skurcz szyi pęcherza moczowego [24]. Dodatkowo sympatyczne włókna nerwowe zawierają inne neurotransmitery, takie jak: ATP, neuropeptyd Y i somatostatyna. Ich rola pozostaje niejasna w kontekście aktywności komponenty sympatycznej układu autonomicznego. Dopęcherzowa podaż onabotulinotoksyny A nie wpływa na uwalnianie noradrenaliny ze skrawków pęcherza moczowego podczas stymulacji polem elektrycznym prawdopodobnie ze względu na ubogie unerwienie współczulne pęcherza moczowego [4]. Badanie Pinto i wsp. [25] wykazało, że podaż onabotulinotoksyny A w obręb trójkąta pęcherza moczowego u pacjentów z PBS/IC znamiennie zmniejsza zawartość noradrenaliny w dobowej zbiórce moczu. Mechanizm, w jakim nieprawidłowe uwalnianie noradrenaliny wywołane onabotulinotoksyną A wpływa na czynność pęcherza moczowego, pozostaje niejasny. Wydaje się, że brak noradrenaliny redukuje relaksację i promuje skurcz wypieracza pęcherza moczowego. Jednakże u pacjentów z neurogenną postacią DO dopęcherzowa podaż onabotulinotoksyny A powyżej trójkąta pęcherza moczowego niewątpliwie zwiększa pojemność pęcherza moczowego [22]. Podaż onabotulinotoksyny A do trójkąta pęcherza moczowego u pacjentów z BPS/IC, która ma osłabić większą liczbę włókien współczulnych, również nie zapobiega zwiększeniu pojemności pęcherza moczowego [26, 27].

Wpływ onabotulinotoksyny A na unerwienie ruchowe pęcherza moczowego

Po podaży onabotulinotoksyny A obserwuje się obecność pociętych fragmentów białka SNAP–25 w obrębie parasympatycznych zakończeń nerwowych w rejonie ściany pęcherza moczowego, co powoduje hamowanie uwalniania acetylocholiny [22, 29]. W badaniach na szczurach obserwowano zahamowanie uwalniania acetylocholiny w odpowiedzi na stymulację elektryczną po dopęcherzowej podaży onabotulinotoksyny A po upływie 5 dni. Po 30 dniach obserwowano powrót uwalniania acetylocholiny [4]. Ponieważ obniżenie uwalniania acetylocholiny występowało w okresie stymulacji o wysokiej częstotliwości, a nie o niskiej, można oczekiwać, że onabotulinotoksyna A jest bardziej skuteczna w przypadku wzmożonej aktywności neuronalnej niż w przypadku nadreaktywności wypieracza pęcherza moczowego. Nadal pozostaje niejasny fakt, czy onabotulinotoksyna A wpływa na inne neurotransmitery, które są uwalniane jednocześnie z acetylocholiną. Jest prawdopodobne, że jednoczasowe uwalnianie ATP i wazoaktywnego peptydu jelitowego (vasoactive intestinal peptide – VIP) z pozazwojowych parasympatycznych zakończeń nerwowych jest ograniczone, ale nadal nie poznano, jakie są tego konsekwencje patofizjologiczne. Wiadomo, że VIP prowadzi do relaksacji wypieracza pęcherza moczowego [29].

Onabotulinotoksyna A wpływa również na ekspresję receptorów muskarynowych i purynergicznych znajdujących się w urotelium, warstwie podnabłonkowej i w wypieraczu pęcherza moczowego [30]. Wpływ na ekspresję receptorów muskarynowych M3 może być szczególnie istotny, ponieważ receptory te pośredniczą w transmisji cholinergicznej wywołującej skurcz wypieracza, jak również modulują aktywność unerwienia aferentnego za pośrednictwem włókien grupy C i Aδ [31, 32]. Zmiany w obrębie receptorów purynergicznych wydają się być istotne szczególnie w przypadku OAB i neurogennej postaci DO z uwagi na to, że transmisja purynergiczna pozostaje bez większego znaczenia w warunkach fizjologicznych (nie wpływa na kurczliwość wypieracza), a ulega istotnej zmianie w warunkach patologicznych [33, 34]. Schulte–Baukloh i wsp. [35] wykazali, że nawrotowe iniekcje onabotulinotoksyny A u dzieci z neurogenną postacią DO prowadzą do zmniejszonej ekspresji receptorów muskarynowych (M2 i M3) oraz purynergicznych (P2X2 i P2X₃) w wypieraczu pęcherza moczowego. Mimo tego mechanizmy odpowiedzialne za te zmiany są niejasne. W innym badaniu Datta i wsp. [30], analizując wycinki biopsyjne ściany pęcherza moczowego pacjentów z idiopatycznym lub neurogennym DO, stwierdzili, że skuteczne leczenie onabotulinotoksyną A w dużej mierze przywraca zaburzoną (zmniejszoną) ekspre dodatsję receptorów muskarynowych w obrębie urotelium i warstwie podnabłonkowej. Obserwowano wzrost ekspresji receptorów M1 i M2 w warstwie podnabłonkowej, podczas gdy wzrost ekspresji receptorów M3 obserwowano w obrębie urotelium. Znaczenie tych zmian dotyczące ekspresji receptorów muskarynowych również pozostaje niejasne. Skurcze wewnętrzne wypieracza pęcherza moczowego są obecne w normalnych pęcherzach moczowych i są znacznie nasilone w przebiegu przewlekłego uszkodzenia rdzenia kręgowego oraz w przewlekłej przeszkodzie podpęcherzowej [22]. Onabotulinotoksyna A nie wpływała na spontaniczne skurcze wyizolowanych skrawków wypieracza pęcherza moczowego świnki morskiej [36]. Podobnie Ikeda i wsp. [37] stwierdzili, że onabotulinotoksyna A nie redukuje amplitudy i częstotliwości skurczów wypieracza u myszy po uszkodzeniu rdzenia kręgowego. Również wewnątrzkomórkowy poziom jonów wapnia Ca2+, odpowiedzialny za skurcze wewnętrzne wypieracza, nie ulega zmianie podczas podaży onabotulinotoksyny A.

Wyniki powyższych eksperymentów wskazują, że aktywność wewnętrzna wypieracza pęcherza moczowego odbiera niewielką ilość impulsacji parasympatycznej. Jako że wewnętrzne skurcze wypieracza są przynajmniej częściowo tłumione przez leki antymuskarynowe, rozsądne wydaje się przypuszczenie, że uwalnianie acetylocholiny z zakończeń nerwowych oraz z tzw. nienerwowych obszarów (np. urotelium) jest związane ze zjawiskiem generowania skurczów wewnętrznych wypieracza. Niezależnie od pochodzenia neurotransmitera, acetylocholina uwalniana w tych warunkach może być niezależna od mechanizmu fuzji pęcherzyków synaptycznych związanych z białkiem SNAP–25. Zatem wewnętrzna aktywność skurczowa wypieracza pęcherza moczowego może pozostać poza wpływem onabotulinotoksyny A.

Wpływ onabotulinotoksyny A na unerwienie czuciowe pęcherza moczowego

W normalnym pęcherzu moczowym około 50% aferentnych włókien nerwowych wykazuje pozytywną ekspresję białek SV2 i SNAP–25, co wskazuje ich wrażliwość na onabotulinotoksynę A [28]. W normalnym pęcherzu moczowym świnki morskiej podobny odsetek włókien aferentnych zawiera pocięte fragmenty białka SNAP–25 w ciągu kilku godzin po iniekcji tej toksyny [33]. Ponieważ są to gałęzie obwodowe włókien aferentnych pęcherza moczowego, nie jest zaskoczeniem, że onabotulinotoksyna A powoduje znaczny spadek wartości wyjściowego i indukowanego kapsaicyną poziomu CGRP w ścianie pęcherza moczowego, co przyczynia się do stłumienia składowej neurogennej stanu zapalnego [38]. Duggan i wsp. [39] zauważyli, że w hodowli komórek zwojów korzenia grzbietowego onabotulinotoksyna A rozszczepia białko SNAP–25 i zmniejsza uwalnianie glutaminy oraz substancji P. Obserwacje te pozwalają twierdzić, że iniekcje dopęcherzowe tej neurotoksyny zmniejszą uwalnianie neuroprzekaźników w obrębie rdzenia kręgowego odpowiedzialnych za transmisję aferentną. Onabotulinotoksyna A zapobiega translokacji receptorów waniloidowych TRPV1 do błony komórkowej podczas stanu zapalnego w obrębie pęcherza moczowego [40]. Oczekuje się, że proces ten nie tylko wpływa na transmisję nocyceptywną, ale również zapobiega aktywacji odruchu mikcji w fazie napełniania pęcherza moczowego. Jak wspomniano wcześniej, po podaniu onabotulinotoksyny A obserwuje się spadek ekspresji receptorów TRPV1 i receptorów purynergicznych [10]. Fakt zmniejszenia ekspresji tych receptorów w reakcji na podaż neurotoksyny w połączeniu ze zmniejszeniem uwalniania ATP z urotelium wydaje się być najistotniejszym mechanizmem odpowiedzialnym za hamowanie aktywności aferentnych zakończeń nerwowych pęcherza moczowego. Ponadto onabotulinotoksyna A zmniejsza aktywność aferentną, zapobiegając uwalnianiu neurotropin w obrębie ściany pęcherza moczowego. U pacjentów z idiopatyczną bądź neurogenną postacią D, obserwuje się spadek poziomu czynnika wzrostu nerwów (NGF) oraz neurotropowego czynnika pochodzenia mózgowego (brain derived neurotrophic factor – BDNF) w odpowiedzi na tę neurotoksynę [26, 41]. Vemulakonda i wsp. [42] w badaniach na szczurach z przewlekłym zapaleniem pęcherza moczowego wykazali, że onabotulinotoksyna A zmniejsza o ponad połowę ekspresję c–fos na poziomie rdzenia kręgowego. Mechanizm ten odpowiada za modulację transmisji nocyceptywnej z pęcherza moczowego na poziomie rdzenia kręgowego.

Onabotulinotoksyna A a urotelium i miofibroblasty pęcherza moczowego

Wcześniejsze badania nie wykazały obecności białek SV2 i SNAP–25 w urotelium pęcherza moczowego świnek morskich i ludzi [28]. Obserwacje te jednak należy interpretować z pewną ostrożnością z uwagi na fakt, że Birder i wsp. [24], stosując bardziej zaawansowane techniki detekcji, wykazali dodatnią ekspresję SNAP–25 w urotelium u myszy i ludzi. Onabotulinotoksyna A modyfikuje uwalnianie ATP i tlenku azotu (nitric oxide – NO) z komórek urotelialnych. Efekt ten ma znaczący wpływ na czynność pęcherza moczowego. Uważa się, że ATP uwolniony z urotelium wzmacnia aktywność motoryczną pęcherza moczowego poprzez aktywację aferentnych zakończeń nerwowych w warstwie podnabłonkowej, wykazujących dodat nią ekspresję receptorów purynergicznych P2X₃ [43]. Natomiast NO zmniejsza częstotliwość skurczów wypieracza pęcherza moczowego [44]. Uwalnianie ATP z urotelium wzrasta w pęcherzach moczowych po urazie rdzenia kręgowego i w przebiegu stanu zapalnego. Wyróżnia się dwa sposoby uwalniania ATP i NO z urotelium – spoczynkowy i indukowany. Badania na zwierzętach wykazały, że onabotulinotoksyna A hamuje indukowany sposób uwalniania ATP i NO z urotelium [45]. Ponadto indukowany sposób uwalniania ATP i NO jest wynikiem procesu egzocytozy zależnego od białek kompleksu SNARE.

Miofibroblasty tworzą rozległą sieć komórkową w obrębie urotelium i warstwy podnabłonkowej pęcherza moczowego. Komórki te łączą się za pośrednictwem białek łączących (m.in. koneksyny–43) i ściśle przylegają do zakończeń aferentnych włókien nerwowych w warstwie podnabłonkowej [45]. Obserwacje te doprowadziły do powstania hipotezy, że miofibroblasty działają jak modulatory aktywności czuciowej i motorycznej pęcherza moczowego poprzez bezpośredni wpływ na aktywność urotelium i/lub unerwienia aferentnego pęcherza moczowego. Jak dotąd nie wykazano obecności białek SV–2 lub SNAP–25 w obrębie tych komórek. Dodatkowo onabotulinotoksyna A nie wpływa na ekspresję koneksyny–43 [47]. W chwili obecnej nie ma dowodów na wpływ tej toksyny na czynność miofibroblastów.

Onabotulinotoksyna A a zmiany morfologiczne pęcherza moczowego

Haferkamp i wsp. [48] ocenili zmiany morfologiczne wypieracza w grupie 24 pacjentów z neurogennym pęcherzem nadreaktywnym przed i po 3 miesiącach od dopęcherzowej iniekcji onabotulinotoksyny A. Wyniki badania wykazały brak znamiennych zmian w strukturze komórek mięśniowych wypieracza, międzykomórkowej zawartości kolagenu i degeneracji komórek mięśniówki przed i po podaniu onabotulinotoksyny A [1]. W przeciwieństwie do mięśni poprzecznie prążkowanych, kiełkowanie aksonów (tzw. amonal sprouting) w mięśniówce wypieracza jest ograniczone po podaniu onabotulinotoksyny A. Badania immunohistochemiczne u pacjentów odpowiadających na leczenie tą neurotoksyną wykazały brak znamiennego kiełkowania aksonów w warstwie podśluzowej ściany pęcherza moczowego [10]. Wycinki pełnej grubości ściany neurogennego pęcherza nadreaktywnego uprzednio leczonego jedną lub więcej dopęcherzowymi iniekcjami onabotulinotoksyny A cechował znamiennie mniejszy stopień zwłóknienia. Natomiast odnośnie stanu zapalnego i obrzęku nie stwierdzono różnic w porównaniu z nieleczonymi pęcherzami moczowymi. Ponadto nie wykryto istotnych różnic między pacjentami odpowiadającymi (responders) a nieodpowiadającymi (nonresponders) na terapię onabotulinotoksyną A w odniesieniu do zapalenia, obrzęku i stopnia zwłóknienia, chociaż obserwowano trend w kierunku zmniejszenia stopnia włóknienia i obrzęku u pacjentów reagujących na terapię [49]. Działania onabotulinotoksyny A są odwracalne, długotrwałe i nie wywołują żadnych nieodwracalnych patologicznych zmian. Mejia i wsp. [50] wykazali, że regularna blokada mięśni poprzecznie prążkowanych onabotulinotoksyną A przez okres ponad 12 lat cechowała się klinicznym bezpieczeństwem i efektywnością, jakkolwiek długoterminowe skutki na poziomie komórkowym pozostają niejasne [50].

Podsumowanie

Onabotulinotoksyna A jest skuteczna w leczeniu wielu schorzeń związanych z nieprawidłową czynnością nerwowo-mięśniową. Toksyna ta działa przez wiązanie się z zakończeniami nerwowymi w obrębie mięśni, blokowanie uwalniania acetylocholiny i prawdopodobnie innych neuroprzekaźników w celu modulowania aktywności skurczowej mięśni, jak i zmniejszenia nadwrażliwości aferentnych zakończeń nerwowych. Istnieje coraz więcej dowodów na dodatkowy, bezpośredni wpływ na aferentne szlaki nerwowe pęcherza moczowego i następową modulację impulsacji eferentnej skutkującej zmniejszeniem stopnia nadaktywności wypieracza pęcherza moczowego. Onabotulinotoksyna A ma niski potencjał migracji do otaczających i odległych tkanek, zatem ostrzyknięcie wypieracza tą neurotoksyną umożliwia “paraliż“ wypieracza nadreaktywnego pęcherza moczowego. Terapia onabotulinotoksyną A nie tylko pomaga złagodzić spastyczność mięśni, ale ze względu na jej właściwości antynocyceptywne i wpływ na aferentne szlaki nerwowe może również zapewnić zadowalającą ulgę w nadwrażliwości (hiperalgezji) związanej z różnymi zaburzeniami ze strony dolnych dróg moczowych.

dr n. med. Kajetan Juszczak
Oddział Urologii, Szpital Specjalistyczny im. Ludwika Rydygiera, Kraków
Katedra Patofizjologii, Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum, Kraków

prof. dr hab. n. med. Tomasz Drewa
Oddział Urologii Ogólnej i Onkologicznej, Specjalistyczny Szpital Miejski
im. M. Kopernika, Toruń
Zakład Inżynierii Tkankowej Katedry Biologii Medycznej CM UMK, Bydgoszcz

prof. dr hab. n. med. Zbigniew Wolski
Katedra i Klinika Urologii Ogólnej, Onkologicznej i Dziecięcej, Collegium
Medicum w Bydgoszczy, Uniwersytet Mikołaja Kopernika, Toruń

prof. dr hab. n. med. Marek Sosnowski
I Klinika Urologii, Uniwersytet Medyczny, Łódź

Piśmiennictwo:

 

1. Somogyi GT, Tanowitz M, Zernova G, de Groat WC. M1 muscarinic receptor–induced facilitation of ACh and noradrenaline release in the rat bladder is mediated by protein kinase C. J Physiol. 1996; 496 (Pt 1): 245–254.
2. Chu FM, Dmochowski R. Pathophysiology of overactive bladder. Am J Med. 2006; 119: 3–8.
3. Somogyi GT, Zernova GV, Yoshiyama M, Yamamoto T, de Groat WC. Frequency dependence of muscarinic facilitation of transmitter release in urinary bladder strips from neurally intact or chronic spinal cord transected rats. Br J Pharmacol. 1998; 125: 241–246.
4. Smith CP, Franks ME, McNeil BK, Ghosh R, de Groat WC, Chancellor MB, Somogyi GT. Effect of botulinum toxin A on the autonomic nervous system of the rat lower urinary tract. J Urol. 2003; 169: 1896–1900.
5. Nishiguchi J, Hayashi Y, Chancellor MB, de Miguel F, de Groat WC, Kumon H, Yoshimura N. Detrusor overactivity induced by intravesical application of adenosine 5′–triphosphate under different delivery conditions in rats. Urology. 2005; 66: 1332-1337.
6. Andersson KE, Arner A. Urinary bladder contraction and relaxation: physiology and pathophysiology. Physiol Rev. 2004; 84: 935–986.
7. Khera M, Khera M1, Somogyi GT, Kiss S, Boone TB, Smith CP. Botulinum toxin A inhibits ATP release from bladder urothelium after chronic spinal cord injury. Neurochem Int. 2004; 45: 987–993.
8. Charrua A, Cruz CD, Cruz F, Avelino A. Transient receptor potential vanilloid subfamily 1 is essential for the generation of noxious bladder input and bladder overactivity in cystitis. J Urol. 2007; 177: 1537–1541.
9. Ford AP, Gever JR, Nunn PA, Zhong Y, Cefalu JS, Dillon MP, Cockayne DA. Purinoceptors as therapeutic targets for lower urinary tract dysfunction. Br J Pharmacol. 2006; 147 (suppl 2): S132–S143.
10. Apostolidis A, Popat R, Yiangou Y, Cockayne D, Ford AP, Davis JB, Dasgupta P, Fowler CJ, Anand P. Decreased sensory receptors P2X₃ and TRPV1 in suburothelial nerve fibers following intradetrusor injections of botulinum toxin for human detrusor overactivity. J Urol. 2005; 174: 977–982.
11. Schulte–Baukloh H, Zurawski TH, Knispel HH, Miller K, Haferkamp A, Dolly JO. Persistence of the synaptosomal–associated protein–25 cleavage product after intradetrusor botulinum toxin A injections in patients with myelomeningocele showing an inadequate response to treatment. BJU Int. 2007; 100: 1075–1080.
12. Smet PJ, Moore KH, Jonavicius J. Distribution and colocalization of calcitonin gene–related peptide, tachykinins, and vasoactive intestinal peptide in normal and idiopathic unstable human urinary bladder. Lab Invest. 1997; 77: 37–49.
13. Rapp DE, Turk KW, Bales GT, Cook SP. Botulinum toxin type A inhibits calcitonin gene-related peptide release from isolated rat bladder. J Urol. 2006; 175: 1138-1142.
14. Steers WD, Tuttle JB. Mechanisms of Disease: the role of nerve growth factor in the pathophysiology of bladder disorders. Nat Clin Pract Urol. 2006; 3:101-110.
15. Giannantoni A, Di Stasi SM, Nardicchi V, Zucchi A, Macchioni L, Bini V, Goracci G, Porena M. Botulinum-A toxin injections into the detrusor muscle decrease nerve growth factor bladder tissue levels in patients with neurogenic detrusor overactivity. J Urol. 2006; 175: 2341-2344.
16. Thesleff S, Molgo J, Tagerud S. Trophic interrelations at the neuromuscular junction as revealed by the use of botulinal neurotoxins. J Physiol (Paris). 1990; 84: 167-173.
17. Schurch B, de Seze M, Denys P, Chartier-Kastler E, Haab F, Everaert K, Plante P, Perrouin-Verbe B, Kumar C, Fraczek S, Brin MF. Botox Hyperreflexia Study Team. Botulinum toxin type A is a safe and effective treatment for neurogenic urinary incontinence: results of a single treatment, randomized, placebo controlled 6-month study. J Urol. 2005; 174: 196-200.
18. Popat R, Apostolidis A, Kalsi V, Gonzales G, Fowler CJ, Dasgupta P. A comparison between the response of patients with idiopathic detrusor overactivity and neurogenic detrusor overactivity to the first intradetrusor injection of botulinum-A toxin. J Urol. 2005; 174: 984-989.
19. Smith CP, Nishiguchi J, O'Leary M, Yoshimura N, Chancellor MB. Single-institution experience in 110 patients with botulinum toxin A injection into bladder or urethra. Urology. 2005; 65:37-41.
20. Cruz F. Targets for Botulinum Toxin in the Lower Urinary Tract. Neurourol Urodyn. 2014; 33: 31-38.
21. Coelho A, Cruz F, Cruz CD, Avelino A. Spread of onabotulinumtoxin A after bladder injection. Experimental study using the distribution of cleaved SNAP-25 as the marker of the toxin action. Eur Urol. 2012; 61: 1178-1184.
22. Cruz F, Herschorn S, Aliotta P, Brin M, Thompson C, Lam W, Daniell G, Heesakkers  J, Haag-Molkenteller C. Efficacy and safety of onabotulinumtoxin A in patients with urinary incontinence due to neurogenic detrusor overactivity: A randomised, double-blind, placebo-controlled trial. Eur Urol. 2011; 60: 742-750.
23. Coelho A, Cruz F, Cruz CD, Avelino A. Effect of onabotulinumtoxin A on intramural  parasympathetic ganglia: An experimental study in the guinea pig bladder. J Urol. 2012; 187: 1121-1126.
24. Birder LA, de Groat WC. Mechanisms of disease: Involvement of the urothelium in bladder dysfunction. Nat Clin Pract Urol. 2007; 4: 46-54.
25. Pinto R, Lopes T, Silva J et al. Urinary levels of noradrenaline are increased in patients with bladder pain syndrome/interstitial cystitis and are decreased by intratrigonal onabotulinumtoxin type A injection. Eur Urol Suppl. 2012;11:e997a.
26. Pinto R, Lopes T, Frias B, Silva A, Silva JA, Silva CM, Cruz C, Cruz F, Dinis P. Trigonal injection of botulinum toxin A in patients with refractory bladder pain syndrome/interstitial cystitis. Eur Urol. 2010; 58:360-365.
27. Pinto R, Lopes T, Silva J, Silva C, Dinis P, Cruz F. Persistent therapeutic effect of Onabotulinum Toxin A in refractory bladder pain syndrome/interstitial cystitis. J Urol. 2013; 189: 548-553.
28. Coelho A, Dinis P, Pinto R, Gorgal T, Silva C, Silva A, Silva J, Cruz CD, Cruz F, Avelino A. Distribution of the high-affinity binding site and intracellular target of botulinum toxin type A in the human bladder. Eur Urol. 2010;57: 884-890.
29. Andersson PO, Bloom SR, Mattiasson A, Uvelius B. Bladder vasodilatation and release of vasoactive intestinal polypeptide from the urinary bladder of the cat in response to pelvic nerve stimulation. J Urol. 1987;138: 671-673.
30. Datta SN, Roosen A, Pullen A, Popat R, Rosenbaum TP, Elneil S, Dasgupta P, Fowler CJ, Apostolidis A. Immunohistochemical expression of muscarinic receptors in the urothelium and suburothelium of neurogenic and idiopathic overactive human bladders, and changes with botulinum neurotoxin administration. J Urol. 2010;184: 2578-2585.
31. Charrua A, Avelino A, Cruz F. Modulation of urinary bladder innervation: TRPV1 and botulinum toxin A. Handb Exp Pharmacol. 2011; 202: 345-374.
32. Iijima K, De Wachter S, Wyndaele JJ. Effects of the M3 receptor selective muscarinic antagonist darifenacin on bladder afferent activity of the rat pelvic nerve. Eur Urol. 2007; 52: 842-847.
33. O’Reilly BA, Kosaka AH, Knight GF, Chang TK, Ford AP, Rymer JM, Popert R, Burnstock G, McMahon SB. P2X receptors and their role in female idiopathic detrusor instability. J Urol 2002;167:157-164.
34. Brady CM, Apostolidis A, Yiangou Y, Baecker PA, Ford AP, Freeman A, Jacques TS, Fowler CJ, Anand P. P2X₃-immunoreactive nerve fibres in neurogenic detrusor overactivity and the effect of intravesical resiniferatoxin. Eur Urol. 2004; 46: 247-253.
35. Schulte-Baukloh H, Priefert J, Knispel HH, Lawrence GW, Miller K, Neuhaus. Botulinum toxin A detrusor injections reduce postsynaptic muscular M2, M3, P2X 2, and P2X₃ receptors in children and adolescents who have neurogenic detrusor overactivity: A single-blind study. Urology 2013; 81: 1052-1057.
36. Howles S, Curry J, McKay I, Reynard J, Brading AF, Apostolidis A. Lack of effectiveness of botulinum neurotoxin A on isolated detrusor strips and whole bladders from mice and guinea-pigs in vitro. BJU Int. 2009; 104: 1524-1529.
37. Ikeda Y, Zabbarova IV, Birder LA, de Groat WC, McCarthy CJ, Hanna-Mitchell AT, Kanai AJ. Botulinum neurotoxin serotype A suppresses neurotransmitter release from afferent as well as efferent nerves in the urinary bladder. Eur Urol. 2012; 62: 1157-1164.
38. Rapp DE, Turk KW, Bales GT, Cook SP. Botulinum toxin type a inhibits calcitonin gene-related peptide release from isolated rat bladder. J Urol. 2006; 175: 1138-1142.
39. Duggan MJ, Quinn CP, Chaddock JA, Purkiss JR, Alexander FC, Doward S, Fooks SJ, Friis LM, Hall YH, Kirby ER, Leeds N, Moulsdale HJ, Dickenson A, Green GM, Rahman W, Suzuki R, Shone CC, Foster KA. Inhibition of release of neurotransmitters from rat dorsal root ganglia by a novel conjugate of a Clostridium botulinum toxin A endopeptidase fragment and Erythrina cristagalli lectin. J Biol Chem. 2002; 277: 34846-34852.
40. Morenilla-Palao C, Planells-Cases R, Garcia-Sanz N, Ferrer-Montiel A. Regulated exocytosis contributes to protein kinase C potentiation of vanilloid receptor activity. J Biol Chem. 2004; 279: 25665-25672.
41. Liu H-T, Chancellor MB. Kuo H-C. Urinary nerve growth factor levels are elevated in patients with detrusor overactivity and decreased in responders to detrusor botulinum toxin-A injection. Eur Urol. 2009; 56: 700-706.
42. Vemulakonda VM, Somogyi GT, Kiss S, Salas NA, Boone TB, Smith CP. Inhibitory effect of intravesically applied botulinum toxin A in chronic bladder inflammation. J Urol. 2005; 173: 621-624.
43. Cockayne DA, Hamilton SG, Zhu QM, Dunn PM, Zhong Y, Novakovic S, malmberg AB, Cain G, Berson A, Kossotakis L, Hedley L, Lachnit WG, Burnstock G, McMahon SB, Fords AP. Urinary bladder hyporeflexia and reduced pain-related behaviour in P23-deficient mice. Nature. 2000; 407: 1011-1015.
44. Ozawa H, Chancellor MB, Jung SY, Yokoyama T, Fraser MO, Yu Y, de Groat WC, Yoshimura N. Effect of intravesical nitric oxide therapy on cyclophosphamide-induced cystitis. J Urol. 1999; 162: 2211-2216.
45. Smith CP, Gangitano DA, Munoz A, Salas NA, Boone TB, Aoki KR, Francis J, Somogyi GT. Botulinum toxin type A normalizes alterations in urothelial ATP and NO release induced by chronic spinal cord injury. Neurochem Int. 2008; 52: 1068-1075.
46. McCloskey KD. Interstitial cells in the urinary bladder - Localization and function. Neurourol Urodyn. 2010; 29: 82-87.
47. Roosen A, Datta SN, Chowdhury RA, Patel PM, Kalsi V, Elneil S, Dasgupta P, Kessler TM, Khan S, Panicker J, Fry CH, Brandner S, Fowler CJ, Apostolidis A. Suburothelial myofibroblasts in the human overactive bladder and the effect of botulinum neurotoxin type A treatment. Eur Urol. 2009; 55: 1440-1448.
48. Haferkamp A, Schurch B, Reitz A, Krengel U, Grosse J, Kramer G, Schumacher S, Bastian PJ, Büttner R, Müller SC, Stöhrer M. Lack of ultrastructural detrusor changes following endoscopic injection of botulinum toxin type A in overactive neurogenic bladder. Eur Urol. 2004; 46: 784-791.
49. Comperat E, Reitz A, Delcourt A, Capron F, Denys P, Chartier-Kastler E. Histologic features in the urinary bladder wall affected from neurogenic overactivity - a comparison of inflammation, oedema and fibrosis with and without injection of botulinum toxin type A. Eur Urol. 2006; 50: 1058-1064.
50. Mejia NI, Vuong KD, Jankovic J. Long-term botulinum toxin efficacy, safety, and immunogenicity. Mov Disord. 2005; 20: 592-597.