Adhezja uropatogennych szczepów Escherichia coli do komórek nabłonka moczowego

Układ moczowy wyposażony jest w specjalne mechanizmy zapobiegające rozwojowi zakażenia. Należą do nich: występujące w błonie śluzowej komórki układu odpornościowego, złuszczanie się komórek nabłonka wyściełającego drogi moczowe oraz jego regularne, mechaniczne spłukiwanie podczas mikcji, obecność białka Tamma-Horsfalla, zasiedlenie okolic ujścia cewki przez saprofityczną florę bakteryjną, bariera mechaniczna w postaci zwieracza cewki moczowej, kwaśny odczyn moczu i wydzieliny pochwy, przeciwbakteryjne działanie wydzieliny gruczołu krokowego oraz mukopolisacharydów błony śluzowej pęcherza moczowego. Prawidłowe współdziałanie tych mechanizmów gwarantuje, że zbierany w pęcherzu mocz pozostanie jałowy. Pojedyncze bakterie, które zdołają wniknąć do pęcherza, są szybko eliminowane. Jeśli jednak w wyniku osłabienia barier obronnych, stosunku płciowego lub zastosowania inwazyjnych zabiegów do układu moczowego przedostaną się drobnoustroje wyposażone w czynniki wirulencji pozwalające na sforsowanie naturalnych barier obronnych, wówczas dochodzi do rozwoju zakażenia. Zakażenia układu moczowego (ZUM) są najczęstszymi infekcjami. Szacuje się, że u 20-50% dorosłych kobiet wystąpiło co najmniej raz objawowe zakażenie [1]. Patogenem najczęściej izolowanym zarówno z zakażeń ambulatoryjnych (80%), jak i szpitalnych (40%) jest Escherichia coli [2].

Rodzaje mechanizmów adhezji bakterii do komórek nabłonka moczowego

Kluczowym etapem umożliwiającym zasiedlenie układu moczowego jest zdolność przylegania drobnoustrojów do komórek nabłonka. Zaobserwowano dwa podstawowe mechanizmy tego zjawiska: specyficzne i niespecyficzne. Za niespecyficzne przyleganie odpowiadają oddziaływania fizykochemiczne: siły przyciągania elektrostatycznego, siły van der Waalsa pomiędzy nabłonkiem a powierzchniowymi strukturami bakterii, takimi jak otoczki, czy glikokaliks. Są to oddziaływania bliskiego zasięgu, a ich siła jest tym większa, im komórki bakteryjne wykazują większą hydrofobowość i bardziej ujemny ładunek elektrostatyczny [3]. Czynnikiem warunkującym swoiste, a zarazem silne interakcje między patogenami a tkankami gospodarza jest obecność u obu stron białek mających zdolność wiązania się ze sobą. Uropatogeny są wyposażone w adhezyny, które swoiście łączą się z molekularnymi elementami nabłonka moczowego. Zauważono, że antygen pokrywowy K, podobnie jak inne otoczki, pokrywając powierzchnię komórki zakrywa adhezyny i przez to może utrudniać swoiste wiązanie. Ten zewnątrzkomórkowy polisacharyd jest niezbędnym elementem zabezpieczającym bakterie przed komórkami odpornościowymi. Połączenie adhezyny FimF z receptorem D-mannozowym prowadzi do szybkiego zahamowania transkrypcji genów kapsydowych. Polisacharydowe podjednostki są wtedy gromadzone w cytoplazmie, skąd mogą być szybko przetransportowane, jeśli warunki środowiskowe zmienią się na niekorzyść atakującego patogenu, który zmuszony zostanie do przejścia w strategię obronną. Gdy mikroorganizm natrafi na warunki sprzyjające infekcji i dojdzie do pierwszych specyficznych wiązań przy udziale FimF, wówczas ujemna regulacja genów kapsydowych prowadzi do gwałtownego zmniejszenia zawartości antygenu K na powierzchni komórki E. coli, co ułatwia proces dalszej, swoistej adhezji [4]. Połączenie z nabłonkiem zapobiega spłukiwaniu bakterii w czasie mikcji, aktywuje szlaki sygnalizacyjne w komórce bakteryjnej i nabłonkowej, ułatwia oddziaływanie toksyn bakteryjnych na komórki gospodarza, a także umożliwia wnikanie bakterii do komórek urotelialnych. Rozmieszczone równomiernie na powierzchni bakterii adhezyny wiążą się kolejno z receptorami komórek baldaszkowatych, co prowadzi do całkowitego otoczenia bakterii błoną komórkową i przemieszczenie jej wewnątrz komórki gospodarza. Mechanizm internalizacji porównywany jest do działania zamka błyskawicznego. Patogeny ukryte wewnątrz komórek nabłonka są chronione przed odpowiedzią układu immunologicznego i antybiotykami. Dzięki temu mogą się swobodnie namnażać, stanowiąc trudny zarówno do wykrycia, jak i eliminacji rezerwuar infekcji nawrotowych [5].

Rodzaje fimbrii bakteryjnych

Część adhezyn jest charakterystyczna dla danego gatunku, a nawet dla poszczególnych szczepów bakterii, inne stwierdza się u wielu gatunków i rodzajów. W procesie adhezji swoistej główną rolę odgrywają różnorodne struktury powierzchniowe, takie jak fimbrie oraz struktury niefimbriowe. Fimbrie to nitkowate wyrostki utworzone z jednakowych białkowych podjednostek - pilin. Na końcu wyrostka znajduje się białko odpowiedzialne za przyleganie. Fimbrie wykazujące powinowactwo do struktur zawierających reszty mannozy zaliczono do typu 1, natomiast te, które wykazują niewrażliwość na mannozę to fimbrie typu II (MR), np. fimbrie P, S, Dr. Większość bakterii gramoujemnych wytwarza na swej powierzchni od kilku do kilkuset fimbrii, często należących do różnych typów.

Najpowszechniejsze pośród patogenów układu moczowego są fimbrie typu 1. Szacuje się, że ponad 85% szczepów E. coli ma kodującą je genetyczną informację, natomiast ponad 70% szczepów wytwarza je na swej powierzchni [6]. Włókno fimbrii typu 1 utworzone jest z podjednostek białka FimA, których ilość może sięgać 3000 kopii. Uformowane są w sztywną, heliakalną strukturę o szerokości około 7 nm, na której są umiejscowione podjednostki FimF, FimG i FimF, tworząc część dystalną o grubości 3 nm. Adhezyną fimbrii typu 1 E. coli jest białko FimH, które poprzez wodorowęglanową część N-końcową łączy się z zawierającym reszty mannozowe receptorem uroplakinowym 1a (UP1a) komórek nabłonka pęcherza moczowego, umożliwiając inwazję i tworzenie wewnątrzkomórkowych struktur podobnych do biofilmu [7]. Uroplakiny to glikoproteiny występujące w błonie komórek urotelialnych od strony światła dróg moczowych. Należą do rodziny białek zwanych tetraspaninami. Uszczelniając nabłonek, zmniejszają jego przepuszczalność dla jonów i substancji rozpuszczonych w moczu. Analiza budowy domeny wiążącej receptor (FimH) u szczepów E. coli wykazała taką samą specyficzność i powinowactwo do struktur zawierających mannozę. Największą zdolność do adhezji zanotowano dla oligomannozydów zawierających Man α1-3 Man na nieredukcyjnym końcu. Siła połączenia wzrasta poprzez wiązanie β1-4 do GlcNAc i jest 100-krotnie większa w porównaniu z epitopem utworzonym jedynie z α -D-mannozy. Man α1-3 Man β1-4 GlcNAc jest najczęstszym oligosacharydem obecnym w moczu. Wiązanie w warunkach statycznych jest dość słabe, natomiast w sytuacji działania silnego strumienia moczu w dolnych odcinkach układu moczowego znacznie wzrasta [8]. Dzięki tej właściwości fimbrie typu 1 odpowiedzialne są głównie za zakażenia pęcherza moczowego [3]. Zainfekowany organizm broni się przed zakażeniem poprzez wydzielane przez nerki białko Tamma-Horsfalla. Związek ten, wykazując zdolność do łączenia się z FimF, blokuje adhezynę bakteryjną. Część patogenów wnikających do pęcherza traci wówczas możliwość łączenia się z nabłonkowym receptorem dróg moczowych. Wykazano, że budowa wodorowęglanowych receptorów na powierzchni komórek urotelialnych oraz struktura naturalnych inhibitorów, jak białka Tamma-Horsfalla, ma większe znaczenie w procesie adhezji niż różnice w białku FimH, które wykazuje dużą konserwatywność pośród licznych szczepów E. coli [9]. Połączenie się fimbrialnego białka FimH z receptorem błonowym włącza sygnał prowadzący do apoptozy komórki. Złuszczanie nabłonka usuwa komórki z przylegającymi do nich bakteriami, odsłaniając tym samym jego głębsze warstwy. Jeżeli patogen dysponuje strukturami umożliwiającymi adhezję do receptorów prezentowanych na kolejnych warstwach nabłonka, wówczas mechanizm obronny zawodzi.

Spośród mannozoopornych fimbrii najpopularniejsze są charakteryzujące się właściwościami hemolitycznymi fimbrie typu P. Zawdzięczają swą nazwę powinowactwu do grupowego antygenu P erytrocytów. Fimbrie zakotwiczone są w błonie zewnętrznej za pomocą białka PapH. Ich włókno zbudowane jest ze sztywnych podjednostek białka głównego PapA, które za pomocą białka pomocniczego PapF łączy się z białkiem głównym PapE oraz adhezyną PapG. W regulacji długości włókna udział bierze białko pomocnicze PapK. Adhezyna PapG umożliwia swoiste wiązanie z dwucukrowymi resztami galaktozydowymi α-D-Gal-(1-4)-β-D Gal globozydowego receptora nabłonka kanalików nerkowych, dlatego struktury te odpowiedzialne są za odmiedniczkowe zapalenie nerek. Prawdopodobnie w dolnych odcinkach dróg moczowych występują również miejsca wiązania PapG, które jednak nie uaktywniają reakcji zapalnej. Obserwowano bowiem obecność bakterii wyposażonych w fimbrie P w przebiegu przewlekłej bakteriurii bezobjawowej. Niektóre dane sugerują, że pacjenci prezentujący fenotyp P1 w obrębie grupy krwi P są bardziej podatni na infekcje układu moczowego wywołane przez E. coli. Zgodnie z tą hipotezą fenotyp P1 zawiera znacznie większą ilość α-D-Gal-(1-4)-β-D Gal Gal w błonach erytrocytów i komórek nabłonka, które są celem dla fimbrii P [10]. Jednakże publikowane badania dotyczące opisanego zjawiska są rozbieżne, a niektórzy badacze nie potwierdzają tej hipotezy [11].

Fimbrie P i typu 1 różnią się właściwościami biomechanicznymi. Fimbrie typu 1, które kolonizują dolne odcinki układu moczowego, są znacznie bardziej sztywne dzięki silniejszemu połączeniu ze sobą poszczególnych podjednostek. Ponadto podczas procesu elongacji wchodzą w dynamiczny układ z siłami środowiska zewnętrznego. Dzięki temu łatwiej przeciwstawiają się nieregularnym strumieniom moczu w cewce. Strumień, który wypływa w górnych odcinkach układu moczowego, jest bardziej regularny, zatem fimbrie P, które mają powinowactwo do kolonizacji tych części dzięki większej elastyczności, doskonale spełniają swoją funkcję [12]. Adhezja przy udziale fimbrii typu P oraz 1 aktywuje reakcję zapalną poprzez receptory TLR nabłonka moczowego w sposób bezpośredni [13] lub pośredni, poprzez rozpoznanie bakteryjnego LPS. Rodzina Toll-podobnych receptorów (TLR) wychwytuje wzorce molekularne patogenów, pełniąc istotną rolę w walce z zakażeniem. [14].

Kolejną grupą adhezyn biorących udział w zakażeniu układu moczowego są fimbrie S. Dzięki adhezynie SfaS wiążą się z receptorem α-sjalyl-(2,3)-β-Gal występującym w kanalikach nerkowych, kłębuszkach nerkowych czy w nabłonku naczyniowym. Kodowane są przez 9 genów, z których fasA zawiera informacje o głównej podjednostce, a sfaS o specyficznej adhezynie. SfaC i SfaD to białka regulatorowe genów strukturalnych [15]. Fimbrie S ułatwiają bakteriom penetrację tkanek, gdyż wykrywane są często u bakterii odpowiedzialnych za posocznicę, zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych czy odmiedniczkowe zapalenia nerek. Zachodząca dzięki nim swoista adhezja uruchamia wydzielanie przez komórkę bakteryjną enzymów litycznych, które, degradując komórki gospodarza oraz substancje międzykomórkowe, powodują coraz głębsze wnikanie zakażenia.

Fimbrie typu 3 to cienkie włókna o szerokości 4-5 nm i długości 0,5-2 μm charakteryzujące się zdolnością do niehamowanej przez mannozę aglutynacji erytrocytów traktowanych kwasem taninowym. Adhezyną charakterystyczną dla tych struktur jest białko MrkD, które wiąże się z kolagenem V w kanalikach nerkowych. Fimbrie typu 3 przyczyniają się do tworzenia biofilmu bakteryjnego i kolonizacji cewników urologicznych. Kodujące je geny znajdują się na plazmidzie i mogą być przekazywane podczas procesu koniugacji na drodze horyzontalnego transferu. Przypuszcza się, że w ten sposób E. coli pozyskała fimbrie typu 3 od Klebsiella pneumoniae [16].

Adhezyny z rodziny białek Dr/Afa

Przyleganie szczepów UPEC umożliwia także rodzina białek Dr/Afa, która jest grupą cząsteczek błonowych oraz adhezyn związanych z organellami. Adhezyny Dr związane są z fimbriami, podczas, gdy Afa należą do adhezyn afimbriowych. Geny draA, draB, draC, draD (afaA, afaB, afaC, afaD) kodujące białka pomocnicze wykazują duże podobieństwo, w przeciwieństwie do różnorodnej pod względem budowy grupy genów kodujących cząsteczkę adhezyny - draE/afaE. Sugeruje się, że za zdolności inwazyjne E. coli odpowiadają dwa czynniki wirulencji - DraE/AfaE oraz DraD/AfaD, które biorą udział w wiązaniu się z komórką gospodarza i internalizacją. AfaE-1 wykazuje 32% homologię względem adhezyny Dr, bowiem 51 na 160 aminokwasów jest identycznych, natomiast u AfaE-III 157 na 160 aminokwasów wykazuje podobieństwo z Dr, co stanowi aż 98%. Pomimo dużego pokrewieństwa zauważono, że adhezyna Dr jest hamowana przez chloramfenikol, podczas gdy AfaE-III charakteryzuje się opornością na obecność tego antybiotyku. Unikatowym receptorem dla adhezyn Dr jest kolagen typu IV (podjednostka 7s), który pełni ważną funkcję w rozwoju chronicznych pyelonephritis. Wspólnym receptorem dla niemal wszystkich adhezyn z tej rodziny jest DAF (Decay-Accelerating Factor), którego naturalną funkcją jest ochrona tkanek gospodarza przed cytotoksycznymi właściwościami dopełniacza. Występuje on na powierzchni nabłonka okrężnicy, macicy i niższych odcinków układu moczowego. Jego ekspresja na komórkach endometrium jest regulowana przez progesteron w trakcie cyklu menstrualnego. Ponadto podwyższona ekspresja DAF w okresie ciąży chroni płód przed aktywnością dopełniacza, ułatwiając jednocześnie przyleganie uropategenom. Szczepy E. coli Dr+ wywołują 40% przypadków pyelonephritis u kobiet w trzecim trymestrze ciąży. Szczepy Dr+ wykazują zdolność do długotrwałego utrzymywania się w zakażonych tkankach i są dwa razy częściej izolowane w nawrotowych zakażeniach u młodych kobiet. Kolejny poznany receptor dla adhezyn Afa/Dr to karcynoembrionalne antygeny CEACAM, które są receptorami sygnałowymi. Ich naturalną funkcją jest umożliwianie przylegania do siebie komórek nabłonka, co w następstwie prowadzi do uruchomienia w nich sygnałów regulujących przemiany fizjologiczne. CEACAM1 zbudowane jest z konserwatywnej, N-końcowej części, podobnej do Igv białek CEACAM oraz trzech Igc - podobnych domen. Do błony komórkowej zakotwiczone jest poprzez transbłonową część C-końcową. Występuje między innymi na komórkach leukocytów, gruczołu krokowego, proksymalnych części kanalików nerkowych, śluzówce macicy. Przyleganie bakterii do CEACAM ułatwia inwazję wewnątrz komórek nabłonka moczowego [17]. Afimbriowe adhezyny Afa zbudowane są z dwóch białek - AfaD i AfaE-III. Podjednostki AfaE łącząc się tworzą cienkie filamenty, których wierzchołek pokryty jest białkiem AfaD. Badania nad ciężarnymi szczurami wykazały, że infekcje szczepami E. coli Dra/AfaE+ (czynnik bójczy) są dla nich śmiertelne. Szczepy afaE+ afaD w porównaniu do szczepów afaE+ afaD+ wywoływały mniejszą śmiertelność, co sugeruje, że AfaD współdziała z AfaE podczas infekcji [18]. Na cząsteczce DAF miejsca wiązania AfaE-III i dopełniacza leżą blisko siebie, co zwiększa prawdopodobieństwo, że bakteryjna adhezja może zaburzać funkcję dopełniacza, prowadząc do immunopatologicznych zmian.

Adhezyny autotransportujące (AT) oraz Iha

W procesie adhezji bierze udział również rodzina adhezyn autotransportujących (AT). Białka te charakteryzują się unikatową strukturą I-rzędową umożliwiającą ich bezpośredni transport poprzez układ błon bakteryjnych, a następnie za pomocą α-domeny umiejscawiane są na powierzchni komórki. Mogą być także wydzielane do otaczającego środowiska i działać jak toksyny. Do rodziny adhezyn autotransportujących (AT) należy trimeryczne białko UpaG. Wykazując specyficzne powinowactwo do fibronektyny i lamininy, umożliwia szczepom UPEC przyleganie do nabłonka pęcherza moczowego. Ponadto bierze udział w agregacji komórek bakteryjnych i tworzeniu biofilmu na tworzywach sztucznych, przyczyniając się do kolonizacji cewników urologicznych [19]. Podobne właściwości wykazuje również antygen Ag43, a zwłaszcza jego odmiana Ag43a. W wiązaniu bierze udział 1/3 N-końcowej domeny. Występując w 50 000 kopii na powierzchni komórek bakteryjnych, odgrywa istotną rolę w ich agregacji. Białko to kodowane jest przez gen flu [20].

Często wykrywaną adhezyną, która umożliwia przyleganie błonie zewnętrznej bakterii szczepów UPEC jest Iha. Stwierdzono, że adhezyna ta jest homologiczna do IrgA Vibrio cholerae. Ponadto białko to pełni funkcję receptora dla katecholowych sideroforów, będąc jednocześnie bezpośrednio hamowane przez białko regulujące system pobierania żelaza - Fur. Żelazo, choć niezbędne do prawidłowego funkcjonowania komórki, w nadmiarze katalizuje wytwarzanie toksycznych rodników hydroksylowych (OH-). Stwierdzono, że białko Iha predysponuje do nawrotowych infekcji układu moczowego [21].

Zmienność genowa oraz modyfikacja ekspresji genów wirulencji wpływająca na proces przylegania bakterii do komórek gospodarza

Profil wodorowęglanowych receptorów na komórkach gospodarza może ulegać zmianom na skutek stanów chorobowych lub naturalnie wraz z wiekiem, na przykład w okresie menopauzy. Stwierdzono, że pacjenci cierpiący na cukrzycę są 2 razy bardziej narażeni na infekcję szczepami uzbrojonymi w fimbrie typu 1 niż ludzie zdrowi. Ma to związek z budową substancji wydzielanych do moczu, takich jak glukoza, albumina czy THP [9]. Drobnoustroje reagują również na zmiany w układzie hormonalnym gospodarza poprzez modyfikacje ekspresji niektórych czynników wirulencji. Przykładem tego jest norepinefrynozależna ekspresja adhezyn Dr [22]. Ekspresja struktur odpowiadających za proces adhezji jest kontrolowana przez tzw. zmienność fazową, podczas której komórka bakteryjna może zatracać i ponownie wykształcać na swej powierzchni fimbrie. Mechanizm regulacji fimbrii typu 1 jest warunkowany przez rekombinację ściśle określonych genów o długości 314 par zasad. Ten zmienny fragment DNA obejmuje promotor dla fimA wraz z otaczającymi go ruchomymi jednostkami. Inwersję przeprowadzają rekombinazy FimB i FimE należące do klasy rekombinaz Int. Pierwsza z nich - FimB umożliwia włączenie i wyłączenie ekspresji fimbrii typu 1, podczas gdy druga - FimE wyłącza ekspresję oraz bierze udział jedynie w zapoczątkowaniu procesu uruchamiania ekspresji. Sugeruje się, że czynniki wpływające na zmianę orientacji fragmentu zmiennego regulują pośrednio stopień urzęsienia komórki bakteryjnej. Włączenie promotora fim powoduje obniżenie ekspresji genów rzęskowych, a co za tym idzie zmniejszenie ruchliwości. Oczywiste jest, że bakterie będące w fazie przylegania nie wymagają struktur, które umożliwiają dalsze przemieszczanie w celu poszukiwania miejsc o dogodniejszych warunkach wzrostowych [23]. Innymi czynnikami biorącymi udział w regulacji zmiany fazowej są H-NS, leucynowrażliwe białko oraz czynniki środowiskowe. Histonopodobne białko H-NS utworzone jest z dwóch domen: N-końcowej oraz C-terminalnej, wiążącej się niespecyficznie do dwuniciowego DNA. Połączenie z bakteryjnym chromosomem wywołuje zahamowanie transkrypcji wielu genów, również kodujących fimbrie. Ekspresja hns jest aktywowana przez białko FIS, jak również poprzez obniżenie temperatury otoczenia i białko szoku niskich temperatur - CspA. Dowiedziono, że obniżenie temperatury, powodując aktywację H-NS, prowadzi do obniżenia ekspresji operonu pap. Ponadto regulon H-NS zmniejsza ekspresję genów fimbrii typu 1, typu P oraz fimbrii S [24]. Połączenie niskiego pH moczu z wysokim zasoleniem wpływa na zahamowanie ekspresji genów fim poprzez przejście zmiennego fragmentu DNA w formę uniemożliwiającą transkrypcję. Mocz występujący w nerkach charakteryzuje się znacznie wyższą osmolarnością i niższym pH niż mocz zalegający w pęcherzu moczowym, co tłumaczy zahamowanie produkcji fimbrii typu 1 po przedostaniu się bakterii z pęcherza moczowego do nerek [6]. Zmiana fazowa chroni patogeny przed aktywnością układu immunologicznego. Organizm gospodarza szybko odpowiada na rozwijające się zakażenie produkując swoiste komórki odpornościowe. Zdolność do metamorfozy umożliwia uniknięcie fagocytozy, pozwalając na dalszy rozwój infekcji. Chociaż przeobrażenie do fenotypu pozbawionego fimbrii powoduje utratę zdolności przylegania, nie zawsze związane jest z usunięciem bakterii z układu moczowego. Brak sztywnych struktur powierzchniowych ułatwia penetrację przez śluz nabłonka, do którego dotarcie jest sygnałem do produkcji innych typów adhezyn.

Mikroorganizmy mogą nabyć struktury ułatwiające pierwszy etap zakażenia poprzez horyzontalny transfer genów. Jeżeli insercja plazmidów, transpozonów lub pozyskanie obcego DNA poprzez bakteriofagi przyniesie korzyści, wówczas zostanie trwale wbudowana w genom biorcy na drodze naturalnej selekcji. Badania na modelu szczurzym wykazały, że na rozwój infekcji znacznie większy wpływ mają czynniki wirulencji, którymi dysponuje patogen, aniżeli jego dawka infekcyjna. Różnicowanie czynników warunkujących przyleganie następuje również na drodze mutacji. Chociaż poszczególne warianty białka FimH charakteryzują się 99% podobieństwem, to zmiany genetyczne zachodzą w nim znacznie częściej niż w heterogennej strukturalnie podjednostce FimA. Pojedyncza mutacja punktowa może prowadzić do zwiększenia siły wiązania adhezyny fimbrii typu 1 do receptora mannozowego nawet 15-krotnie. Tak gwałtowne zmiany nie są jednak zachowywane na długo w populacji, bowiem często obarczone są dodatkowymi, ukrytymi wadami, na przykład poprzez zwiększoną wrażliwość na rozpuszczalne mannozylowe inhibitory. Mutacje prowadzące do umiarkowanych zmian są bardziej stabilne [25]. Analiza szczepu E. coli wyizolowanego od pacjentki, u której stwierdzano w okresie 3 lat bezobjawową bakteriurię, wykazała, że klaster genowy foc, który koduje fimbrie F1C rozpoznające receptory w nerce i pęcherzu moczowym, nie ulega ekspresji. Sekwencjonowanie ujawniło mutację w genie focD, odpowiedzialnym za transport i montaż fimbrii F1C. Szczep dziki najprawdopodobniej wywoływał pyelonephritis i należał do filogenetycznej grupy B2. Można wnioskować, że utrata zdolności do produkcji jednego z głównych czynników wirulencji jest wynikiem adaptacji badanego szczepu z formy patogennej do saprofitycznej [26]. Dowiedziono, że powszechnie występujące u patogenów układu moczowego fimbrie typu 1, typu P, S oraz afimbriowe adhezyny I nie są niezbędne do rozwoju zakażenia. Część szczepów, niewyposażonych w wymienione struktury, wykazywała zdolność do przylegania i inwazji komórek T-24 (linia komórek złośliwego nowotworu pęcherza moczowego) w takim samym stopniu, jak szczepy mające opisane adhezyny [27, 28]. Nasuwa to wniosek, że proces przylegania jest znacznie bardziej złożony, a biorące w nim udział czynniki liczne. Zapewne wiele z nich nadal pozostaje nieodkrytych.

Profilaktyka i leczenie zakażeń układu moczowego

W zapobieganiu infekcjom układu moczowego ogromną rolę w pierwszej kolejności odgrywa odpowiednia higiena sromu u kobiet oraz napletka i żołędzi u mężczyzn, a także częste i dokładne opróżnianie pęcherza. U osób ze skłonnością do nawrotowych zakażeń zaleca się oddawanie moczu również w nocy, mające na celu zapobieganie zaleganiu moczu przez dłuższy czas. Alkalizacja moczu sprzyja rozwojowi bakterii, dlatego ważne jest jego zakwaszanie, na przykład przez przyjmowanie witaminy C lub preparatów z żurawiny. Najczęstszą przyczyną szpitalnych zakażeń układu moczowego jest cewnikowanie, dlatego najlepszą profilaktyką jest jego unikanie. Aby zminimalizować ryzyko infekcji podczas cewnikowania, należy przestrzegać procedur aseptycznej implementacji, stosować tylko systemy zamknięte, których powierzchnie pokryte są bakteriobójczymi materiałami. Alternatywą stosowania cewnika przez cewkę moczową jest cystotomia przezskórna nadłonowa, która zmniejsza co najmniej dwukrotnie ryzyko zakażeń. U pacjentów z nawrotowymi zakażeniami należy przeanalizować możliwość wystąpienia wad anatomicznych, które sprzyjają zakażeniom, takich jak zastój moczu, odpływ wsteczny z pęcherza moczowego, nowotwór dróg moczowych czy kamica moczowa. U kobiet w okresie pomenopauzalnym dochodzi do wymiany flory bakteryjnej pochwy z pałeczek kwasu mlekowego na pałeczki E. coli, które drogą wstępującą łatwo kolonizują układ moczowy. W takim przypadku podawanie doustne estrogenu przynosi wymierne korzyści [31]. Obecnie prowadzone są doświadczenia mające na celu zahamowanie procesu przylegania uropatogennych szczepów do komórek nabłonka moczowego. Jedną z proponowanych form zapobiegania jest podawanie przeciwciał swoistych wobec fimbrii P. Zaobserwowano, że miano przeciwciał 1:1024 znacząco blokuje adhezję do komórek HEP-2, natomiast miano 1:512 hamuje przyleganie do komórek pęcherza moczowego u myszy [29]. Równocześnie trwają badania nad udoskonaleniem specjalnie zaprojektowanych makromolekuł, zwanych glikodendrimerami, które hamują początkowy etap rozpoznawania glikoproteinowych ligandów na powierzchni komórek nabłonka moczowego przez bakteryjne adhezyny [30].

Przed wprowadzeniem empirycznej antybiotykoterapii należy pobrać próbkę moczu ze środkowego strumienia do badania mikrobiologicznego oraz ogólnego. Należy pamiętać o dokładnym umyciu okolic warg sromowych u kobiet, a napletka i żołędzi oraz ujścia cewki u mężczyzn, aby zapobiec kontaminacji próbki florą saprofityczną naturalnie kolonizującą cewkę moczową. Po uzyskaniu wyniku może zaistnieć konieczność zmiany stosowanego antybiotyku. W niepowikłanych zakażeniach wywołanych dzikimi szczepami E. coli efekt terapeutyczny można osiągnąć używając penicylin z inhibitorami bakteryjnych enzymów - β-laktamaz, takich jak ampicylina z sulbaktamem czy amoksycylina z kwasem klawulanowym. Skuteczne mogą być cefalosporyny I (cefaleksyna, cefadroksyl) i II generacji (cefuroksym, cefaklor), nitrofurantoina, trometamol fosfomycyny, trimetoprim lub kotrimoksazol (trimetoprim z sulfametoksazolem) oraz fluorochinolony (pefloksacyna, ciprofloksacyna, norflokascyna). W przypadku zakażeń wywołanych szczepami szpitalnymi dysponującymi wieloma mechanizmami oporności należy wykonać antybiogram rozszerzony z uwzględnieniem piperacyliny, tikarcyliny z kwasem klawulanowym, cefalosporyny III (cefpodoksym, cefotaksym, ceftazydym, ceftriakson) i IV generacji (cefepim), aminoglikozydów (gentamycyna, amikacyna, netilmycyna), a nawet karbapenemów (imipenem, meropenem) [2]. Wyjałowienie moczu uzyskuje się zwykle po 24 godzinach prawidłowego leczenia, a ustąpienie zmian w badaniu ogólnym moczu oraz objawów klinicznych po 2-4 dniach.

mgr mikrobiologii Aleksandra Mirecka
Wojewódzki Specjalistyczny Szpital im. dr. Władysława Biegańskiego w Łodzi

PIŚMIENNICTWO

[1] Sefton A.M.: The impast of resistance on the management of urinary tract infections, International Journal of Antimicrobial Agents 16 (2000) 489-491.

[2] Hryniewicz K., Szczypa K., Sulikowska A., Jankowski K., Betlejewska K., Hryniewicz W.: Antibiotic susceptibility of bacterial strains isolated from urinary tract infections In Poland, Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 47, 2001, 773-780.

[3] Hermann V., Palma P., Geo M.S., Lima R.S.B.C.: Urinary Tract Infection: Pathogenesis and Related Conditions, Int Urogynecol J, 2002,13, 210-213.

[4] Schwan W.R., Beck M. T., Hultgren S.J, Linker J, Woolever N. L., Larson T.: Down-Regulation of kps Region 1 Capsular Assembly Operon following Attachment of Escherichia coli Type 1 Fimbriae to D-Mannose Receptors, Infection and Immunity, Vol.73, No.2, Feb.2005, p. 1226-1231.

[5] Justice S.S., Hunstad D.A., Seed P.C., Hultgren S.: Filamentation by Escherichia coli subverts innate defenses during urinary tract infection, PNAS, December 26, 2006, vol.103, no. 52, 19884-19889.

[6] Schwan W.R., Lee J. L., Lenard F. A., Matthews B. T., Beck M.T.: Osmolarity and pH Growth Conditions Regulate fim Gene Transcription and Type 1 Pilus Expression in Uropathogenic Escherichia coli, Infection and Immunity, Mar. 2002,vol.70, No.3, 1391-1402.

[7] Pinkner J.S.,Remaut H.,BuelesF.,Miller E.,Aberg V.,Pemberton N.,Hedenstrom M.,Larsson A., Seed P.,Warsman G.,Hultgren S.J., Almqvist F.: Rationally designer small compounds inhibit pilus biogenesis In uropathogenic bacteria, PNAS, november 21,2006, vol. 103, no. 47,17897-17902.

[8] Wiessman S.J., Beskhlebonaya V., Chesnokova V., Chattopadhyay S., Stamm W.E., Horton T.M., Sokurenko E.V.: Differentia Stability and Trade-Off Effects of Pathoadaptative Mutations In the Escherichia coli Fimf Adhesin, Infection and Immunity, July 2007, vol. 75, no. 7, 3548-3555.

[9] Bouckaert J.,Mackenzie J., de Paz J.L.,Chipwaza B., Choudhury D., Zavialov A., Mannerstedt K., Andersen J., Pierard D., Wyns L., Seeberger P.H., Oscarson S., De Grave H., Knight S.D.: The affinity of the Fimf fimbrial adhesin is receptor-driven and quasi-indipendent of Escherichia coli pathotypes, Molecular Microbiology, 2006,61 (6), 1556-1568.

[10] Dominique G.J., Roberts J.A., Lauricirica R., Ratner M.H., Bell D.P., Juarez G.M., Kallenius G., Svenson S., Pathogenic significance of P-fimbriated Escherichia coli in urinary tract infections. J Urol, 133: 983-989.

[11] Albarus M.H., Salzano F. M., Goldraich N.P: Genetic markers and acute febrile urinary tract infection in the 1st Year of life, Pediatr Nephrol (1997) 11: 691-694.

[12] Andersson M., Uhli B.E., Fällman E.: The biomechanical properities of E. coli pili for urinary tract attachment reflect the host environment, Biophys J. 2007 Nov 1;93(9):3008-14. Epub 2007 Aug 3.

[13] Chassin C., Goujon J.M, Darche S., du Merle L., Bens M., Cluzeaud F., Werts C., Ogier-Denis E., Le Bouguenec C., Buzoni-Gatel D., Vandewalle A.: Renal Collecting Duct Epithelial Cells React to Pyelonephritis-Associated Escherichia coli by Activating Distinct TLR4-Dependent and Independent Inflammatory Pathways, The Journal of Immunology, 2006, 177: 4773-4784.

[14] Anders H.J., Patole P.S.: Toll-like receptors recognize uropathogenic Escherichia coli and tigger inflammation in the urinary tract, Nephrol Dial Transplant, 2005, 20: 1529-1532.

[15] Muller C.M., Dobrindt U., Nagy G., Emody L., Uhli B.E., Hacker J.: Role of Histone-Like Proteins H-NS and StpA In Expression of Virulence Determinants of Uropathogenic Escherichia coli, Journal of Bacteriology, Aug. 2006, 5428-5438.

[16] Ong C.L.Y., Ulett G.C., Mabbett A.N., Beatson S.A., Webb R.I., Monaghan W., Nimmo G.R., Looke D.F., McEwan A. G., Schembri M.A.: Identification of Type 3 Fimbrie In Uropathogenic Escherichia coli Reveals a Role In Biofilm Formation, Journal of Bacteriology, Vol. 190, No.3, Feb. 2008, p. 1054-1063.

[17] Serwin A L.: Pathogenesis of Afa/Dr Diffusely Adhering Escherichia coli, Clinical Microbiology Reviews, Apr. 2005, vol. 18, no. 2, 264-292.

[18] Wróblewska-Seniuk W., Selvarabgan R., Hart A., Pladzyk R., Goluszko P., Jafari A., du Merle L., Nowicki S., Yallampalli, Le Bouguenec C., Nowicki B.: Dra/AfaE Adhesin of Uropathogenic Dr/Afa+ Escherichia coli Mediates Mortality In Pregnant Rats, Infection and Immunity, 2005,vol.73,no.11, 7597-7601.

[19] J Bacteriol. 2008 Jun; 190 (12), 4147-61. Epub 2008 Apr 18. [20] Ulett G.C., Valle J., Beloin C., Sherloch O., Ghigo J.M., Schembi M.A.: Functional Analysis of Antigen 43 in Uropathogenic Escherichia coli Reveals a Role in Long-Term Persistence in the Urinary Tract, Infection and Immunity, July 2007,vol. 75, no. 7, 3233-3244

[21] Rashid R.A., Tarr P.I., Mosely S.L.: Expression of Escherichia coli IrgA homologue adhesin is regulated by the ferric uptake regulation protein, Microb Pathog. 2006 December; 41(6); 207-217.

[22] Serwin A.L.: Pathogenesis of Afa/Dr Diffusely Adhering Escherichia coli, Clinical Microbiology Reviews, 2005, vol. 18,no.2, 264-292.

[23] Lane M.C., Simme A.N., Mobley H.L.T.: Complex Interplay between Type 1 Fimbrial Expression and Flagellum-Mediated Motility of Uropathogenic Escherichia coli, Journal of Bacteriology, Vol. 189, No. 15, Aug. 2007, p. 5523-5533.

[24] Muller C.M., Dobrindt U., Nagy G., Emody L., Uhli B.E., Hacker J.: Role of Histone-Like Proteins H-NS and StpA In Expression of Virulence Determinant sof Uropathogenic Escherichia coli, Journal of Bacteriology, Aug. 2006, 5428-5438.

[25] Weissman S.J., Beskhlebnaya V., Chesnokova V., Chattopadhyay S., Stamm W.E., Horton T.M., Sokurenko E.V.: Differentia Stability and Trade-Off Effects of Pathoadaptative Mutations In the Escherichia coli Fimf Adhesin, Infection and Immunity, Vol. 75, No. 7, July 2007, p. 3548-3555.

[26] Roos V., Schembri M.A., Ulett G.C., Klemm P. : Asymptomatic bakteriuria Escherichia coli strain 83972 carries mutations In the foc locus and is unable to Express F1C fimbriae, Microbiology, 2006 Jun; 152 (Pt 6):1799-806.

[27] Hancock V., Klemm P.: Globar Gene Expression Profiling of Asymptomatic Bakteriuria Escherichia coli during Biofilm Growth In Human Urine, Infection and Immunity, Feb. 2007, vol. 75, no. 2, 966-976.

[28] Miyazaki J., Ba-Thein W., Kumao T., Obata Yasuoka M., Skaza H., Hayshi H. : Type 1, P and S fimbriae, and afimbrial adhesin I are not Essentials for uropathogenic Escherichia coli to adhere and invade bladder epithelial cells, FEMS. Immunol Med. Microbiol. 2002 Mar 25; 33 (1): 23-6.

[29] Bidhendi S.M., Sattari M., Pourbakhsh S.A., Mobarez A., Vandyousefi J., Khaki P., Heidari M.H., Kazemnejad A.: Bloking adherence of uropathogenic Escherichia coli isolate to HEP-2 cells and bladder of mice In the presence of antibody against p- fimbriae, Biologicals, 2007 Apr;35(2):99-105. Pub 2006 Jul 31.

[30] Touaibia M., Roy R.: Glycodendrimers as anti-adhesion drugs against type 1 fimbriated E.coli uropathogenic infections, Mini Rev Med. Chem. 2007 Dec; 7 (12):1270-83.

[31] Gormley E.A.: Recurrent Urinary Tract Infection In Woman: Emerging Concepts Regarding Etiology and Treatment Considerations, Current Urology Reports, 2003, (4): 399-403