Przegląd Urologiczny 2008/2 (48) wersja do druku | skomentuj ten artykuł | szybkie odnośniki
 
strona główna > archiwum > Przegląd Urologiczny 2008/2 (48) > Biofilm w zakażeniach odcewnikowych układu...

Biofilm w zakażeniach odcewnikowych układu moczowego - etiologia i metody prewencji

Pomimo ogromnego postępu medycyny w rozpoznawaniu i leczeniu chorób infekcyjnych, zakażenia układu moczowego nadal są poważnym problemem klinicznym i ekonomicznym. Stanowią 30-40% zakażeń szpitalnych, przy czym 90% z nich występuje u pacjentów z cewnikiem założonym do pęcherza moczowego.

Czynnikami ryzyka wystąpienia zakażenia odcewnikowego jest:

  • rodzaj biomateriału, z jakiego zbudowany jest cewnik
  • czas pozostawania cewnika w drogach moczowych (możliwość zakażenia wzrasta średnio o 5% na każdy dzień utrzymywania cewnika), płeć (większe ryzyko u kobiet), przepłukiwanie cewnika moczowego, stosowana antybiotykoterapia, choroby zmniejszające odporność (cukrzyca)
  • niewydolność nerek (zastój moczu, kreatynina > 2 mg%).

Niezwykle ważne jest przestrzeganie zasad aseptyki podczas zakładania i utrzymywania cewnika w pęcherzu moczowym. Pożądanym antyseptykiem jest zwykle preparat o szerokim spektrum działania (w tym na bakterie produkujące śluz), niedrażniący skóry i błon śluzowych, działający kojąco na ewentualne mechaniczne uszkodzenia, bezbarwny, niepozostawiający plam, nietoksyczny (preparaty jodowe u dzieci!!!), szybko działający i chemicznie zabezpieczony przed kontaminacją [1]. Źródłem drobnoustrojów powodujących zakażenia odcewnikowe jest w równych częściach egzogenna flora szpitalna przenoszona na rękach personelu i flora endogenna pochodząca z przewodu pokarmowego lub skóry pacjenta (pochwy u kobiet), gdzie bakterie przemieszczają się na drodze chemotaksji do powierzchni cewnika już pierwszego dnia po założeniu. Natomiast 20% drobnoustrojów migruje poprzez światło cewnika z worka z moczem. Najczęstszymi czynnikami etiologicznymi zakażeń układu moczowego są: bakterie Gram-ujemne takie jak E. coli - 90%, Proteus spp., Klebsiella spp., bakterie Gram-dodatnie, gronkowce - Staphylococcus saprophyticus - 20-30% zakażeń u aktywnych seksualnie kobiet, Streptococcus spp., Enterococcus spp.; grzyby rzadziej, a u pacjentów z obniżoną odpornością (cukrzyca, wirusy HSV, adenowirusy) częściej. Czynnikami sprzyjającymi zakażeniom odcewnikowym dróg moczowych jest wytwarzanie przez bakterie fimbrii (E. coli - typ 1, P, Dr, fimbrieuKlebsiella: typ 1, typ 3, typ P-like, Proteus, Pseudomonas), produkcja ureazy przez Proteus spp, Klebsiella spp., Pseudomonas spp., Staphylococcus saprophyticus, produkcja proteazy rozkładającej Iga oraz produkcja śluzu przez Staphylococcus, Enterococcus i grzyby. U pacjentów, u których długo utrzymywany jest cewnik moczowy, zakażenie ma charakter wielobakteryjny.

W zapobieganiu zakażeniom najważniejsze jest poznanie i kontrola patomechanizmów zakażenia, ponieważ właściwe postępowanie z pacjentem może zmniejszyć częstość zakażeń odcewnikowych.

Istotną rolę w patogenezie zakażeń związanych z wprowadzanymi do organizmu materiałami obcymi z tworzyw sztucznych, w tym cewników moczowych, jest zdolność bakterii do tworzenia biofilmu -struktury przylegającej do powierzchni stałych, utworzonej przez komórki drobnoustrojów należące do jednego, kilku lub kilkunastu gatunków, otoczone warstwą egzopolisacharydu śluzu [2].

Dlaczego bakterie tworzą biofilm?

Istnieje kilka teorii wyjaśniających to zjawisko, wśród których najważniejsze są:

  • Tworzenie biofilmu jako strategia obronna przed zmieniającymi się niekorzystnymi warunkami środowiska.
  • Tworzenie biofilmu jako sposób na skolonizowanie korzystnego miejsca pod względem panujących warunków, głównie dostępności składników odżywczych.
  • Życie w skupisku i płynące z niego korzyści - biofilm stanowi idealne środowisko dla wymiany materiału genetycznego między komórkami, co umożliwia przekazywanie istotnych dla przeżycia cech, w tym oporności na antybiotyki [3, 4, 5].

Biofilm

Powstawanie biofilmu jest procesem złożonym i wielostopniowym, zachodzącym w kilku fazach. Podstawowym mechanizmem zapoczątkowującym tworzenie biofilmu jest adhezja. Planktonowe, czyli pojedyncze, wolne komórki przypadkowo inicjują kontakt z powierzchnią nieożywioną jaką jest cewnik na drodze chemotaksji. Konieczna jest duża ruchliwość komórek bakteryjnych (dlatego głównym czynnikiem etiologicznym są pałeczki Gram-ujemne mające rzęski), aby przezwyciężyć siły odpychające pomiędzy bakteriami i powierzchnią, do której bakterie chcą się przyłączyć [6]. Początkowymi siłami spajającymi bakterie są: przyciąganie elektrostatyczne, siły van der Waalsa, wiązania kowalencyjne. Po przyczepieniu do powierzchni drobnoustroje zaczynają produkować zewnątrzkomórkowy śluz, który odpowiedzialny jest za nieodwracalną adhezję, proliferację i akumulację bakterii w wielowarstwowe, wielokomórkowe agregaty. Śluz pokrywa tę uformowaną strukturę również na zewnętrznej powierzchni, zabezpieczając ją przed działaniem przeciwciał, przed fagocytozą, utrudnia opsonizację, zaburza chemotaksję, zmniejsza penetrację przeciwciał. Bakterie zorganizowane w strukturę biofilmu chronią się przed dostępem antybiotyków - komórki połączone śluzem znajdują się w fazie zwolnionego metabolizmu i nie prezentują miejsca docelowego przyłączania się antybiotyków [7]. Równocześnie mogą wytworzyć Quorum sensing (QS), będący systemem komunikacji między komórkami w biofilmie, który kontroluje ekspresję wielu genów w odpowiedzi na gęstość komórek w skupisku. Działanie tego systemu opiera się na wytwarzaniu małych cząsteczek sygnalizacyjnych zwanych autoinduktorami (AI), w zależności od potrzeb wysyłanymi do środowiska zewnętrznego, aby wzmocnić strukturę kolejnymi pokoleniami drobnoustrojów [8].

Badania dowodzą, że ponad 60% zakażeń bakteryjnych jest związanych z tworzeniem biofilmu [9]. Biofilm rozwija się preferencyjnie na powierzchniach nieożywionych oraz martwych tkankach. Obserwacje cewników moczowych w mikroskopie elektronowym poddanych in vitro działaniu bakterii wykazały powstawanie biofilmu na zewnętrznej i wewnętrznej powierzchni oraz zwężenia światła w okresie krótszym niż 3 dni.

Biofilm powstaje powoli, w jednym lub wielu miejscach, a zakażenia związane z jego powstawaniem dają późno jawne objawy. Powodzenie w leczeniu tego rodzaju zakażeń bardzo często wiąże się z potrzebą usunięcia cewnika z organizmu chorego. Infekcje ogólnoustrojowe powstałe w rezultacie cewnikowania dróg moczowych (urosepsa) są szczególnie ciężkie do opanowania, ponieważ biofilm bakteryjny jest trudny do wykrycia w rutynowej diagnostyce mikrobiologicznej, a z natury jest oporny zarówno na siły obronne organizmu, jak i na stosowane antybiotyki [9].

Celem pracy przeprowadzonej w Katedrze Mikrobiologii we Wrocławiu była ocena in vitro intensywności procesu adhezji wybranych gatunków Staphylococcus i pałeczek Gram-ujemnych do polimerów (lateks silikonowany, PCV, silikon) stosowanych do produkcji cewników moczowych, a także ocena wpływu wybranego antyseptyku na powstawanie i redukcję tworzonego biofilmu na cewnikach moczowych.

Wśród zastosowanych metod badawczych wykorzystano wykrywanie biofilmu bakteryjnego metodą Richardsa[10].Przygotowane fragmenty cewnika umieszczano w 2 ml zawiesiny badanych szczepów o gęstości 1McF. Po 2-godzinnej inkubacji w temperaturze 37°C badane biomateriały przenoszono na 1 min do 3 ml 0,1% roztworu octenidyny. Następnie próbki biomateriału płukano i dodawano 1 kroplę 1% roztworu TTC. Oceniano powstanie czerwonego formazanu, powstającego w reakcji redukcji TTC prowadzonej przez bakterie (ryc. 1 i ryc. 2). Prowadzono kontrolę powstawania biofilmu bez antyseptyku.

Rycina 1
Odczyt wizualny redukcji TTC (próba Richardsa) - tworzenie biofilmu
Rycina 2
Ocena wizualna tworzenia (kolor czerwony) i redukcji (żółty) biofilmunacewnikupodwpływemdichlorowodorkuoctenidyny

Wyniki badań potwierdziły zdolność bakterii do przylegania niezależnie od rodzaju biomateriału.
Adhezja badanych szczepów miała miejsce już po 2 godzinach inkubacji z każdym typem cewnika, a szczyt adhezji dla większości szczepów występował po 24 godzinach kontaktu z materiałem syntetycznym.

Ocena powstawania i redukcji biofilmu pod wpływem dichlorowodorku octenidyny pozwala stwierdzić, że antyseptyk ten w 99,9% zapobiega powstawaniu struktury biofilmu na powierzchni cewników moczowych niezależnie od materiału, z jakiego jest zbudowany, a bakterie produkujące śluz są wrażliwe na działanie dichlorowodorku octenidyny (ryc. 3).

Rycina 3
Ocena ilościowa tworzenia i redukcji biofilmu na cewnikach pod wpływem dichlorowodorku octenidyny
Rycina 4
Jałowy cewnik - kontrola (mikroskop elektronowy)
Rycina 5
Biofilm S. epidermidis na powierzchni cewnika (mikroskop elektronowy)
Rycina 6
Ocena redukcji biofilmu na cewniku pod wpływem dichlorowodorku octenidyny (mikroskop elektronowy)

Celem potwierdzenia powstawania i redukcji biofilmu pod wpływem dichlorowodorku octenidyny na cewniku moczowym zastosowano również ocenę w mikroskopie elektronowym (ryc. 4, 5, 6), otrzymane wyniki potwierdziły wyniki otrzymane przy pomocy badań metodą Richardsa.
Antyseptyczne postępowanie badanym środkiem przy zakładaniu cewnika moczowego znacznie zmniejsza możliwość rozwoju bakterii śluzowych, a właściwa pielęgnacja okolic cewki moczowej zapobiega powstawaniu biofilmu i powikłań w postaci zakażeń odcewnikowych [11].
Otrzymane wyniki stanowią podstawę do kontynuacji prac związanych z opracowaniem metod prewencji powstawania biofilmu na powierzchni cewników, zwłaszcza pod kątem stosowania właściwych procedur cewnikowania dróg moczowych.

dr n. med. Marzenna Bartoszewicz
Katedra Mikrobiologii AM Wrocław
mgr inż. Anna Secewicz
Katedra Mikrobiologii AM Wrocław
kierownik katedry: prof. dr hab. Grażyna Gościniak

Literatura:

  • Dettenkofer M., Jonas D., Wiechmann C., Rossner R., Frank U., Zentner J., Daschner F.D.
    Effect of Skin Disinfection with Octenidine Dihydrochloride on Insertion Site Colonization of Intravascular Catherers.
    Infection 2002; 30: 282-285
  • Bartoszewicz M., Nowicka J., Przondo-Mordarska A.:
    Zdolność produkcji śluzu gronkowców koagulazo-ujemnych w zakażeniach odcewnikowych.
    Mikrobiologia Medycyna 2003; 1(34);20-23
  • Costerton J.W., Stewart P.S., Greenberg E.P.
    Bacterial Biofilms: A Common Cause of Persistent Infections.
    Science 1999; 284: 1318-1322
  • Fux C.A., Costerton J.W., Stewart P.S., Stoodley P.
    Survival strategies of infectious biofilms.
    Trends in Microbiology 2005; 13(1): 34-40 [16]
  • Hall-Stoodley L., Costerton J.W., Stoodley P.
    Bacterial bioflms: from the natural environment to infectious diseases.
    Nature Reviews Microbiology 2004; 2:95-108
  • Czaczyk K.
    Czynniki warunkujące adhezję drobnoustrojów do powierzchni abiotycznych.
    Post. Mikrobiol. , 2004;43(3):267-283
  • Donlan R.M.
    Biofilms: Microbial Life on Surfaces.
    Emerging Infectious Diseases 2002; 8(9): 881-890
  • 8. Harraghy N., Kerdudou S., Herrmann M.
    Quorum-sensing systems in Staphylococci as therapeutic targets.
    Anal. Bioanal. Chem. 2007; 387: 437-444
  • 9. Donlan R.M., Costerton J.W.
    Biofilms: Survival Mechanisms of Clinically Relevant Microorganisms.
    Clinical Microbiology Rewiews 2002; 15(2): 167-193
  • 10. Różalska B., Sadowska B., Więckowska M., Rudnicka W.:
    Wykrywanie biofilmu bakteryjnego na biomateriałach medycznych.
    MED. DOŚW. MIKROBIOL., 1998, 50, 115-122
  • Al-Doori Z, P Goroncy-Bermes, CG Gemmell, D Morrison
    Low-level exposure of MRSA to octenidine dihydrochloride does not select for resistance
    Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 2007